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18 DECEMBER 1973. - Ministerieel besluit tot bepaling van de laboratoriumtechnieken voor het opsporen van residuen van stoffen met een kiemgroeiremmende werking. (NOTA : Raadpleging van vroegere versies vanaf 01-10-1995 en tekstbijwerking tot 01-10-1995)
Titre
18 DECEMBRE 1973. - Arrêté ministériel déterminant les techniques de laboratoire pour la recherche des résidus de substances à effet bactériostatique. (NOTE : Consultation des versions antérieures à partir du 01-10-1995 et mise à jour au 01-10-1995)
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Artikel 1. De residuen van stoffen met een kiemgroeiremmende werking moeten worden opgespoord door de methodes aangepast aan de verschillende soorten vlees, vet en afval, opgenomen in bijlage van dit besluit.
Article 1. Les résidus de substances à effet bactériostatique sont recherchés par les méthodes, appropriées aux diverses espèces de viandes, graisses et abats et reprises en annexe au présent arrêté.
Art. 2. Dit besluit treedt in werking de dag van zijn bekendmaking in het Belgisch Staatsblad.
Art. 2. Le présent arrêté entre en vigueur le jour de sa publication au Moniteur belge.
Art. N. Bijlage
Niertest bij slachtdieren
1. Doel
De beschreven methode wordt aangewend voor het aantonen van de aanwezigheid van residuen van stoffen met kiemgroeiremmende werking in geslachte dieren bij het uitvoeren van de post mortem keuring in de slachthuizen. Het onderzoek moet zo vlug mogelijk en ten laatste binnen de twaalf uur na de slachting uitgevoerd worden. Indien deze periode niet kan nageleefd worden moeten de nieren onmiddellijk na de monstername ingevroren worden. De keurder zal de nodige maatregelen treffen ter identificatie van de nieren.
2. Principe
Een stukje niercortex en twee papierschijfjes doordrenkt met niervocht worden geplaatst op een voedingsbodem waarin een voor kiemgroeiremmende stoffen gevoelige kiem aanwezig is. Na incubatie wijst de aanwezigheid van een kiemgroeiremmende werking rond de twee papierschijfjes en het stukje niercortex op de aanwezigheid van stoffen met kiemgroeiremmende werking.
3. Testkiem
Sporen van Bacillus subtilis BGA in suspensie : 107 sporen/ml (Merck 10649 of equiv.).
4. Voedingsbodem en reagentia
4.1. Voedingsbodem : test agar pH 7 2. voor de remtest (Merck 15/87 of equiv.);
4.2. Dextrose;
4.3. Methanol voor de analyse;
4.4. Trimethoprim oplossing (TMP) : een oplossing met 1 mg TMP/ml methanol bereiden. Deze oplossing kan 6 maanden in de koelkast bij een temperatuur van 4 °C worden bewaard;
4.5. Controleschijfjes
schijfje 1 : 1 mcg tylosine/schijfje
schijfje 2 : 1 mcg sulfadimidine/schijfje
schijfje 3 : 1 mcg oxytetracycline/schijfje
schijfje 4 : 1 mcg streptomycine/schijfje;
4.6. zoutzuur : 1 M;
4.7. natriumhydroxide : 1 M.
5. Toestellen, glaswerk en hulpmiddelen
Instrumenten en glaswerk die gewoonlijk in laboratoria voor microbiologie worden gebruikt en in het bijzonder :
5.1. steriele petriplaten van 9 cm diameter;
5.2. thermo-resistent glaswerk van 250, 500 en 1000 ml;
5.3. maatcylinder van 250 ml, gegradueerd op 1 ml;
5.4. autoclaaf;
5.5. waterbad, ingesteld op 48° +/- 1 °C;
5.6. broedstoof, ingesteld op 30 °C +/- 1 °C;
5.7 kurkboor van 8 mm diameter, een schone pincet en bistouri;
5.8. papierschijfjes met een diameter van 12,7 mm (Schleicher en Schull art. 601/2 of equiv.);
5.9. pipetten;
5.10. horizontale tafel voor het gieten van de voedingsbodem.
6. Bereiding van de voedingsbodem
Weeg de nodige hoeveelheid van de voedingsbodem (4.1.) af, voeg 0,4 % dextrose toe en los dit op met de vereiste hoeveelheid gedistilleerd water. Steriliseer de bereide voedingsbodem gedurende 15 minuten bij 121 °C +/- 1 °C. Koel af in een waterbad tot 48 °C +/- 1 °C. De pH van de gebruiksklare voedingsbodem dient 7,2 +/- 0,1 te bedragen bij 25 °C +/- 1 °C, indien nodig pH bijstellen met zoutzuur (4.6.) of met natriumhydroxide (4.7.) oplossing. Voeg onmiddellijk voor de bereiding van de petriplaten de gepaste hoeveelheid trimethoprim toe (0,2 mcg/ml agar) evenals 0,1 % (3)(V/V) sporensuspensie aan de voedingsbodem toe. Verdeel 14 ml voedingsbodem in de petriplaten van 9 cm diameter, zodat een uniforme dikte van 2 mm bekomen wordt. Na opstijven van de voedingsbodem worden de gesloten petriplaten in plastic zakken verpakt en met het deksel naar beneden gedurende maximum één week in de koelkast bij een temperatuur van 4 °C bewaard.
7. Methode
7.1. Gevoeligheidscontrole
Leg, voor elke reeks analyses of na de bereiding van een nieuwe partij petriplaten, vier controleschijfjes op de voedingsbodem met respectievelijk 1 mcg tylosine, 1 mcg oxytetracycline, 1 mcg sulfadimidine en 1 mcg streptomycine (4.5.). Incubeer de petriplaten gedurende 16 à 24 uur bij 30 °C. Meet de diameter van de volledig heldere remzones met inbegrip van het controleschijfje.
7.2. Uitvoering van de test.
Snij vanuit de niercortex diep in de nier Leg 2 papierschijfjes (5.8) in de insnede net boven het nierbekken. Sluit de nier en druk lichtjes aan en laat de schijfjes volledig met het niervocht impregneren. De schijfjes worden met een schone pineet uit de nier gehaald en diagonaal op de voedingsbodem gelegd (6). Op dezelfde voedingsbodem wordt met een schone pineet een stukje niercortex van 2 mm dikte, genomen met behulp van een kurkboor, gelegd. De petriplaat wordt in een broedstoof bij 30 °C +/- 1°C geplaatst en dit gedurende 16-24 uur. Meet de diameter van de volledig heldere remzones met inbegrip van de papierschijfjes, evenals de breedte van de remrand rond het stukje niercortex.
8. Interpretatie van de resultaten
8.1. Controleschijfjes
Opdat de gevoeligheid van de test als geldig zou beschouwd worden moeten de controleschijfjes een remzone geven van minstens :
Niertest bij slachtdieren
1. Doel
De beschreven methode wordt aangewend voor het aantonen van de aanwezigheid van residuen van stoffen met kiemgroeiremmende werking in geslachte dieren bij het uitvoeren van de post mortem keuring in de slachthuizen. Het onderzoek moet zo vlug mogelijk en ten laatste binnen de twaalf uur na de slachting uitgevoerd worden. Indien deze periode niet kan nageleefd worden moeten de nieren onmiddellijk na de monstername ingevroren worden. De keurder zal de nodige maatregelen treffen ter identificatie van de nieren.
2. Principe
Een stukje niercortex en twee papierschijfjes doordrenkt met niervocht worden geplaatst op een voedingsbodem waarin een voor kiemgroeiremmende stoffen gevoelige kiem aanwezig is. Na incubatie wijst de aanwezigheid van een kiemgroeiremmende werking rond de twee papierschijfjes en het stukje niercortex op de aanwezigheid van stoffen met kiemgroeiremmende werking.
3. Testkiem
Sporen van Bacillus subtilis BGA in suspensie : 107 sporen/ml (Merck 10649 of equiv.).
4. Voedingsbodem en reagentia
4.1. Voedingsbodem : test agar pH 7 2. voor de remtest (Merck 15/87 of equiv.);
4.2. Dextrose;
4.3. Methanol voor de analyse;
4.4. Trimethoprim oplossing (TMP) : een oplossing met 1 mg TMP/ml methanol bereiden. Deze oplossing kan 6 maanden in de koelkast bij een temperatuur van 4 °C worden bewaard;
4.5. Controleschijfjes
schijfje 1 : 1 mcg tylosine/schijfje
schijfje 2 : 1 mcg sulfadimidine/schijfje
schijfje 3 : 1 mcg oxytetracycline/schijfje
schijfje 4 : 1 mcg streptomycine/schijfje;
4.6. zoutzuur : 1 M;
4.7. natriumhydroxide : 1 M.
5. Toestellen, glaswerk en hulpmiddelen
Instrumenten en glaswerk die gewoonlijk in laboratoria voor microbiologie worden gebruikt en in het bijzonder :
5.1. steriele petriplaten van 9 cm diameter;
5.2. thermo-resistent glaswerk van 250, 500 en 1000 ml;
5.3. maatcylinder van 250 ml, gegradueerd op 1 ml;
5.4. autoclaaf;
5.5. waterbad, ingesteld op 48° +/- 1 °C;
5.6. broedstoof, ingesteld op 30 °C +/- 1 °C;
5.7 kurkboor van 8 mm diameter, een schone pincet en bistouri;
5.8. papierschijfjes met een diameter van 12,7 mm (Schleicher en Schull art. 601/2 of equiv.);
5.9. pipetten;
5.10. horizontale tafel voor het gieten van de voedingsbodem.
6. Bereiding van de voedingsbodem
Weeg de nodige hoeveelheid van de voedingsbodem (4.1.) af, voeg 0,4 % dextrose toe en los dit op met de vereiste hoeveelheid gedistilleerd water. Steriliseer de bereide voedingsbodem gedurende 15 minuten bij 121 °C +/- 1 °C. Koel af in een waterbad tot 48 °C +/- 1 °C. De pH van de gebruiksklare voedingsbodem dient 7,2 +/- 0,1 te bedragen bij 25 °C +/- 1 °C, indien nodig pH bijstellen met zoutzuur (4.6.) of met natriumhydroxide (4.7.) oplossing. Voeg onmiddellijk voor de bereiding van de petriplaten de gepaste hoeveelheid trimethoprim toe (0,2 mcg/ml agar) evenals 0,1 % (3)(V/V) sporensuspensie aan de voedingsbodem toe. Verdeel 14 ml voedingsbodem in de petriplaten van 9 cm diameter, zodat een uniforme dikte van 2 mm bekomen wordt. Na opstijven van de voedingsbodem worden de gesloten petriplaten in plastic zakken verpakt en met het deksel naar beneden gedurende maximum één week in de koelkast bij een temperatuur van 4 °C bewaard.
7. Methode
7.1. Gevoeligheidscontrole
Leg, voor elke reeks analyses of na de bereiding van een nieuwe partij petriplaten, vier controleschijfjes op de voedingsbodem met respectievelijk 1 mcg tylosine, 1 mcg oxytetracycline, 1 mcg sulfadimidine en 1 mcg streptomycine (4.5.). Incubeer de petriplaten gedurende 16 à 24 uur bij 30 °C. Meet de diameter van de volledig heldere remzones met inbegrip van het controleschijfje.
7.2. Uitvoering van de test.
Snij vanuit de niercortex diep in de nier Leg 2 papierschijfjes (5.8) in de insnede net boven het nierbekken. Sluit de nier en druk lichtjes aan en laat de schijfjes volledig met het niervocht impregneren. De schijfjes worden met een schone pineet uit de nier gehaald en diagonaal op de voedingsbodem gelegd (6). Op dezelfde voedingsbodem wordt met een schone pineet een stukje niercortex van 2 mm dikte, genomen met behulp van een kurkboor, gelegd. De petriplaat wordt in een broedstoof bij 30 °C +/- 1°C geplaatst en dit gedurende 16-24 uur. Meet de diameter van de volledig heldere remzones met inbegrip van de papierschijfjes, evenals de breedte van de remrand rond het stukje niercortex.
8. Interpretatie van de resultaten
8.1. Controleschijfjes
Opdat de gevoeligheid van de test als geldig zou beschouwd worden moeten de controleschijfjes een remzone geven van minstens :
Art. N. Annexe.
Test rénal sur les animaux de boucherie.
1. But.
La méthode décrite permet la mise en évidence de la présence des résidus de substances à effet bactériostatique dans les animaux de boucherie abattus lors de l'expertise post mortem dans les abattoirs. L'examen doit être réalisé aussitôt que possible après abattage et au plus tard dans les douze heures après celui-ci. Si ce délai ne peut être respecté, les reins doivent être congelés immédiatement après le prélèvement. L'expert prend les mesures nécessaires pour l'identification des reins.
2. Principe.
Un morceau de cortex rénal et deux disques de papier imprégnés du liquide rénal sont déposés sur une plaque de milieu de culture contenant un germe sensible aux substances bactériostatiques. Après incubation, la présence d'une activité bactériostatique autour des deux disques de papier et du morceau de cortex rénal indique la présence de substances à effet bactériostatique.
3. Germe test.
Spores de Bacillus subtillis BGA en suspension : 10 exposant 7 spores/ml (Merck 10649 ou équiv.).
4. Milieu de culture et réactifs.
4.1. Milieu de culture : agar test pH 7,2 pour le test d'inhibition (Merck 15787 ou équiv.).
4.2. Dextrose.
4.3. Méthanol pour analyse.
4.4. Solution de triméthoprim (TMP) : préparer une solution contenant 1 mg TMP/ml de méthanol. Cette solution est stable 6 mois au frigo à 4° C.
4.5. Disques de contrôle.
Disque 1 : 1 mcg de tylosine/disque.
Disque 2 : 1 mcg de sulfadimidine/disque.
Disque 3 : 1 mcg d'oxytétracycline/disque.
Disque 4 : 1 mcg de streptomycine/disque.
4.6. Acide chlorhydrique : 1 M.
4.7. Hydroxyde de sodium : 1 M.
5. Appareils. verrerie et accessoires.
Instruments et verrerie habituellement employés dans un laboratoire de microbiologie et en particulier :
5.1. Boîtes de Pétri stériles de 9 cm de diamètre.
5.2. Bouteilles stérilisables de 250, 500, 1 000 ml.
5.3. Verre à pied gradué de 250 ml, graduation à 1 ml.
5.4. Autoclave.
5.5. Bain-marie réglé à 48° C +/-1° C.
5.6. Etuve réglée à 30° C +/-1° C.
5.7. Emporte-pièce de 8 mm de diamètre, bistouri et pinces.
5.8. Disque en papier de 12,7 mm de diamètre (Schleicher et Schull art. 601/2 ou équiv.).
5.9. Pipettes.
5.10. Table horizontale pour verser le milieu de culture.
6. Préparation du milieu de culture.
Peser la quantité nécessaire de milieu de culture (4.1.), ajouter 0,4 % de dextrose et dissoudre avec la quantité d'eau distillée requise. Stériliser le milieu de culture pendant 15 minutes à 121° C +/-1° C. Refroidir à 48° C au bain-marie. Le pH du milieu prêt à l'emploi doit être de 7,2 +/- 0,1 à 25 °C. Ajuster celui-ci, éventuellement à l'aide de l'acide chlorhydrique (4.6.) ou de la solution d'hydroxyde de sodium (4.7.). Ajouter immédiatement avant la préparation des boîtes de Pétri la quantité adéquate de triméthoprim (0,2 mcg/ml agar) et 0,1 % (3.)(V/V) de la suspension de spores au milieu de culture. Répartir 14 ml de gélose dans les boîtes de Pétri de 9 cm de diamètre de façon à obtenir une épaisseur uniforme de 2 mm. Après durcissement du milieu de culture, les boîtes de Pétri fermées sont emballées dans des sacs plastiques et conservées, le couvercle vers le bas pendant maximum une semaine au frigo à 4° C.
7. Méthode.
7.1. Contrôle de sensibilité.
Avant chaque série d'analyse ou après la préparation d'un nouveau lot de boîtes de Pétri, déposer sur la gélose quatre disques de contrôle contenant respectivement 1 mcg de tylosine, 1 mcg d'oxytétracycline, 1 mcg de sulfadimidine et 1 mcg de streptomycine (4.5.). Incuber la boite de Pétri à 30° C pendant 16-24 heures. Mesurer les diamètres des zones d'inhibition nettes, y compris le disque de contrôle.
7.2. Réalisation du test.
Inciser profondément le rein à partir du cortex rénal. Déposer 2 disques de papier (5.8.) dans l'incision juste au-dessus du bassinet. Refermer l'incision, comprimer légèrement le rein et laisser les disques s'imprégner totalement du liquide rénal. Les disques sont retirés du rein à l'aide d'une pince et placés en diagonale sur la gélose (6.). Prélever à l'aide de l'emporte-pièce un morceau de cortex rénal, découper à l'aide d'un bistouri un morceau d'au moins 2 mm d'épaisseur et le déposer à l'aide d'une pince sur la gélose à proximité des disques. La boîte de Pétri est incubée dans l'étuve à 30° C +/-1° C pendant 16-24 heures. Mesurer le diamètre des zones d'inhibition nettes, le disque y compris ainsi que la largeur de la zone d'inhibition autour du morceau de cortex rénal.
8. Interprétation des résultats.
8.1. Disques de contrôle.
Pour que la sensibilité du test soit considérée comme valable les disques de contrôle doivent engendrer des zones d'inhibition d'un diamètre d'au moins :
Test rénal sur les animaux de boucherie.
1. But.
La méthode décrite permet la mise en évidence de la présence des résidus de substances à effet bactériostatique dans les animaux de boucherie abattus lors de l'expertise post mortem dans les abattoirs. L'examen doit être réalisé aussitôt que possible après abattage et au plus tard dans les douze heures après celui-ci. Si ce délai ne peut être respecté, les reins doivent être congelés immédiatement après le prélèvement. L'expert prend les mesures nécessaires pour l'identification des reins.
2. Principe.
Un morceau de cortex rénal et deux disques de papier imprégnés du liquide rénal sont déposés sur une plaque de milieu de culture contenant un germe sensible aux substances bactériostatiques. Après incubation, la présence d'une activité bactériostatique autour des deux disques de papier et du morceau de cortex rénal indique la présence de substances à effet bactériostatique.
3. Germe test.
Spores de Bacillus subtillis BGA en suspension : 10 exposant 7 spores/ml (Merck 10649 ou équiv.).
4. Milieu de culture et réactifs.
4.1. Milieu de culture : agar test pH 7,2 pour le test d'inhibition (Merck 15787 ou équiv.).
4.2. Dextrose.
4.3. Méthanol pour analyse.
4.4. Solution de triméthoprim (TMP) : préparer une solution contenant 1 mg TMP/ml de méthanol. Cette solution est stable 6 mois au frigo à 4° C.
4.5. Disques de contrôle.
Disque 1 : 1 mcg de tylosine/disque.
Disque 2 : 1 mcg de sulfadimidine/disque.
Disque 3 : 1 mcg d'oxytétracycline/disque.
Disque 4 : 1 mcg de streptomycine/disque.
4.6. Acide chlorhydrique : 1 M.
4.7. Hydroxyde de sodium : 1 M.
5. Appareils. verrerie et accessoires.
Instruments et verrerie habituellement employés dans un laboratoire de microbiologie et en particulier :
5.1. Boîtes de Pétri stériles de 9 cm de diamètre.
5.2. Bouteilles stérilisables de 250, 500, 1 000 ml.
5.3. Verre à pied gradué de 250 ml, graduation à 1 ml.
5.4. Autoclave.
5.5. Bain-marie réglé à 48° C +/-1° C.
5.6. Etuve réglée à 30° C +/-1° C.
5.7. Emporte-pièce de 8 mm de diamètre, bistouri et pinces.
5.8. Disque en papier de 12,7 mm de diamètre (Schleicher et Schull art. 601/2 ou équiv.).
5.9. Pipettes.
5.10. Table horizontale pour verser le milieu de culture.
6. Préparation du milieu de culture.
Peser la quantité nécessaire de milieu de culture (4.1.), ajouter 0,4 % de dextrose et dissoudre avec la quantité d'eau distillée requise. Stériliser le milieu de culture pendant 15 minutes à 121° C +/-1° C. Refroidir à 48° C au bain-marie. Le pH du milieu prêt à l'emploi doit être de 7,2 +/- 0,1 à 25 °C. Ajuster celui-ci, éventuellement à l'aide de l'acide chlorhydrique (4.6.) ou de la solution d'hydroxyde de sodium (4.7.). Ajouter immédiatement avant la préparation des boîtes de Pétri la quantité adéquate de triméthoprim (0,2 mcg/ml agar) et 0,1 % (3.)(V/V) de la suspension de spores au milieu de culture. Répartir 14 ml de gélose dans les boîtes de Pétri de 9 cm de diamètre de façon à obtenir une épaisseur uniforme de 2 mm. Après durcissement du milieu de culture, les boîtes de Pétri fermées sont emballées dans des sacs plastiques et conservées, le couvercle vers le bas pendant maximum une semaine au frigo à 4° C.
7. Méthode.
7.1. Contrôle de sensibilité.
Avant chaque série d'analyse ou après la préparation d'un nouveau lot de boîtes de Pétri, déposer sur la gélose quatre disques de contrôle contenant respectivement 1 mcg de tylosine, 1 mcg d'oxytétracycline, 1 mcg de sulfadimidine et 1 mcg de streptomycine (4.5.). Incuber la boite de Pétri à 30° C pendant 16-24 heures. Mesurer les diamètres des zones d'inhibition nettes, y compris le disque de contrôle.
7.2. Réalisation du test.
Inciser profondément le rein à partir du cortex rénal. Déposer 2 disques de papier (5.8.) dans l'incision juste au-dessus du bassinet. Refermer l'incision, comprimer légèrement le rein et laisser les disques s'imprégner totalement du liquide rénal. Les disques sont retirés du rein à l'aide d'une pince et placés en diagonale sur la gélose (6.). Prélever à l'aide de l'emporte-pièce un morceau de cortex rénal, découper à l'aide d'un bistouri un morceau d'au moins 2 mm d'épaisseur et le déposer à l'aide d'une pince sur la gélose à proximité des disques. La boîte de Pétri est incubée dans l'étuve à 30° C +/-1° C pendant 16-24 heures. Mesurer le diamètre des zones d'inhibition nettes, le disque y compris ainsi que la largeur de la zone d'inhibition autour du morceau de cortex rénal.
8. Interprétation des résultats.
8.1. Disques de contrôle.
Pour que la sensibilité du test soit considérée comme valable les disques de contrôle doivent engendrer des zones d'inhibition d'un diamètre d'au moins :
20 mm voor schijfje 1 1 mcg tylosine
17 mm voor schijfje 2 1 mcg sulfadimidine
18 mm voor schijfje 3 1 mcg oxytetracycline
20 mm voor schijfje 4 1 mcg streptomycine
17 mm voor schijfje 2 1 mcg sulfadimidine
18 mm voor schijfje 3 1 mcg oxytetracycline
20 mm voor schijfje 4 1 mcg streptomycine
20 mm pour disque 1 1 mcg de tylosine
17 mm pour disque 2 1 mcg de sulfadimidine
18 mm pour disque 3 1 mcg d'oxytetracycline
20 mm pour disque 4 1 mcg de streptomycine
17 mm pour disque 2 1 mcg de sulfadimidine
18 mm pour disque 3 1 mcg d'oxytetracycline
20 mm pour disque 4 1 mcg de streptomycine
8.2. Monsters :
De test wordt als positief beschouwd als het gemiddelde van de twee remzones, met inbegrip van de diameter van het papierschijfje gelijk is aan of groter is dan 20 mm of wanneer de breedte van de remrand rond het stukje niercortex gelijk is aan of groter is dan 2 mm.
9. Voorbereiding tegenkeuring
Een gedeelte van de gebruikte nier dient te worden ingevroren onmiddellijk na het instellen van de test, en ter beschikking gehouden te worden voor eventuele tegenkeuring.
De test wordt als positief beschouwd als het gemiddelde van de twee remzones, met inbegrip van de diameter van het papierschijfje gelijk is aan of groter is dan 20 mm of wanneer de breedte van de remrand rond het stukje niercortex gelijk is aan of groter is dan 2 mm.
9. Voorbereiding tegenkeuring
Een gedeelte van de gebruikte nier dient te worden ingevroren onmiddellijk na het instellen van de test, en ter beschikking gehouden te worden voor eventuele tegenkeuring.
8.2. Echantillons.
Le test est considéré comme positif si la moyenne des diamètres des deux zones d'inhibition, le disque y compris est égale ou supérieure à 20 mm ou quand la largeur de la zone d'inhibition autour du morceau de cortex rénal est égale ou supérieure à 2 mm.
9. Contre expertise.
Une partie du rein utilisé doit être congelée immédiatement après l'exécution du test et tenue à la disposition du contre expert éventuel.
Le test est considéré comme positif si la moyenne des diamètres des deux zones d'inhibition, le disque y compris est égale ou supérieure à 20 mm ou quand la largeur de la zone d'inhibition autour du morceau de cortex rénal est égale ou supérieure à 2 mm.
9. Contre expertise.
Une partie du rein utilisé doit être congelée immédiatement après l'exécution du test et tenue à la disposition du contre expert éventuel.